aquaprom.su

ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ГИПОФИЗАРНЫХ ПРЕПАРАТОВ ПРИ РАЗВЕДЕНИИ РЫБ

опубликовано: 2009 г

С.Б.Подушка 

ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ГИПОФИЗАРНЫХ ПРЕПАРАТОВ ПРИ РАЗВЕДЕНИИ РЫБ

  

Хотя история рыбоводства насчитывает уже много веков, существенный сдвиг в числе разводимых видов произошел лишь во второй половине XX столетия, когда человечество овладело приемами искусственной стимуляции нереста. Первоначально объектами разведения был очень ограниченный круг видов рыб. Он включал либо виды, молодь которых для выращивания можно было без труда добыть в естественных водоемах (ханос, кефали и некоторые другие), либо виды, которые легко размножались в условиях неволи (карп, золотая рыбка, тиляпии и др.). Массовое разведение многих других ценных промысловых видов рыб было невозможно. Наиболее ярко это можно проиллюстрировать на примере осетровых, получить зрелую (текучую) икру которых до разработки методов гормональной стимуляции размножения можно было, только выловив рыбу в момент естественного нереста в реке. В 1915 г. Б.И. Диксон писал (с.195): «... Практическое разрешение задачи массового искусственного разведения стерляди зависит всецело от возможности беспрепятственного получения нерестового материала в большом количестве ...». И.Н. Арнольд (1915) также указывал, что центр тяжести вопроса искусственного воспроизводства стерляди - это получение производителей. Однако поимка рыб с текучей икрой была событием крайне редким, ограниченным в сезонном отношении и сильно зависящим от погодных условий. А.Л. Бенинг (1927), обсуждая проблемы разведения стерляди в Волжском бассейне, подсчитал, что для воспроизводства волжского стада стерляди необходимо выпускать ежегодно 32 млн. мальков. Для этого, по мнению этого автора, ежегодно требовалось бы 2000 самок-производителей. Однако в те годы, даже при чрезвычайно интенсивной работе, вряд ли во всем бассейне Волги можно было располагать более чем 150-200 текучими самками-производителями. Для сравнения укажем, что в современных условиях, используя гормональную стимуляцию, только в одном Кармановском рыбхозе ежегодно получают рыбоводно-продуктивную икру более чем от 2000 самок стерляди.

Успехи, которых достигла к началу XX столетия эндокринология, позволили понять роль гипофиза в регуляции многих физиологических процессов в организме позвоночных, в том числе и размножения. В 1930-е годы в ряде стран начались экспериментальные работы по гормональной стимуляции нереста у рыб. О первых успешных опытах сообщили бразильские исследователи (Ihering, 1935). Несколько позже аналогичные результаты были получены и в СССР, где «метод гипофизарных инъекций» был успешно апробирован на ряде промысловых видов рыб и очень быстро вошел в практику рыбоводства (Гербильский, 1938, 1941, 1947). Суть метода заключалась во введении в организм рыбы суспензии растертых гипофизов. Первоначально препарат инъецировали интракраниально, впоследствии - внутримышечно.

Дальнейшая разработка и совершенствование метода гипофизарных инъекций шли по следующим направлениям:

1. Разработка методики сбора сырья (гипофизов), изготовления и стандартизации препаратов для гормональной стимуляции нереста рыб;

2. Выявление таксономической специфичности действия гипофизов разных видов;

3. Определение доз и оптимальных схем введения препаратов в организм рыбы.

Разработки по первому направлению показали, что для сбора гипофизов наиболее пригодны половозрелые особи рыб незадолго до сезона нереста. В это время в гипофизах накапливается максимальное количество гонадотропных гормонов. Консервация извлеченных гипофизов возможна путем обезвоживания, обезжиривания и последующего высушивания. В России и Китае для обезвоживания и обезжиривания гипофизов применяется ацетон, в США - спирт. Для стандартизации гипофизарных препаратов используется оценка их активности на тест-объектах. Наибольшее распространение в качестве тест-объекта получили самцы озерной лягушки (Боев, 1989). Гонадотропная активность гипофизарных препаратов, определенная на данном тест-объекте, выражается в лягушачьих единицах (л. е.). Наиболее часто гипофизарные препараты поступают на рынок и реализуются в виде крупки, представляющей собой целые гипофизы после их выдержки в ацетоне и последующего высушивания. В некоторых случаях реализуется порошок из растертых сухих желез или глицериновая вытяжка.

Исследования по второму направлению показали, что гипофизы одних видов рыб могут действовать, а могут и не действовать на представителей других видов. Не вдаваясь в подробное обсуждение этого вопроса, укажем, что для стимуляции нереста наиболее эффективно использование гипофизов рыб того же вида или близкородственных видов того же семейства. Для осетрообразных (веслоноса, стерляди, белуги, калуги, шипа, севрюги и осетров сибирского, русского, амурского и др.) предпочтительно использовать гипофизы рыб семейства осетровых, однако они довольно хорошо реагируют и на гипофизы карповых рыб: сазана (карпа) и леща (Подушка, 1999). Гипофизы окуневых можно использовать только для рыб этого семейства. В то же время, судака и окуня можно разводить с использованием гипофизов карповых рыб (Баранникова, 1969). Считается, что наиболее универсальными являются гипофизы сазана (карпа) и леща. Их можно использовать при воспроизводстве широкого спектра видов рыб из семейств осетровых, карповых и окуневых. На некоторых видах рыб с успехом были апробированы гипофизы кур  (Fagberno et al., 1992; Amaral et al., 1995).

Оптимальные дозировки гипофизарных препаратов и схемы инъецирования различны для разных видов. Наиболее часто применяются разовая и градуальная инъекции. В первом случае вся необходимая доза препарата инъецируется единовременно, во втором - вначале делается предварительная инъекция, при которой в организм рыбы вводится небольшая часть от общей дозы препарата, а затем - разрешающая инъекция,  при которой инъецируется оставшаяся часть дозы.

В настоящее время гипофизарные препараты широко используются в аквакультуре России: в осетроводстве, причем в последние годы не только при разведении, но и при получении пищевой икры; в карповодстве; при воспроизводстве растительноядных рыб (белого и пестрого толстолобиков, белого амура) и черного амура; в сомоводстве и в аквариумистике. Более ограниченное применение они находят при разведении кефалеобразных, камбалообразных, лососеобразных, окунеобразных и др. видов.

Несмотря на то, что в последние годы в рыбоводстве для стимуляции созревания половых продуктов у производителей стали применять не только гипофизарные препараты, но и гонадотропин-рилизинг гормоны и их аналоги (Гончаров и др., 1991; Тренклер и др., 2008), гипофизарные инъекции себя далеко еще не изжили. Об этом, в частности, свидетельствует резко возросший в последние годы спрос на рыбные гипофизы среди рыбоводов.

 

Литература

  

Арнольд И.Н. 1915. К вопросу о постановке разведения стерляди в Казанской губернии // Труды Совещ. по рыбоводству. Ч.2. Вып.2. Пг. С.117-122.

Баранникова И.А. 1969. Современное состояние метода гормональной стимуляции созревания рыб и его значение для рыбоводства // Современное состояние метода гипофизарных инъекций. Астрахань. С.5-21.

Бенинг А.Л. 1927. О плодовитости стерляди // Известия Саратовского гос. ин-та сельского хозяйства и мелиорации. Вып.3. С.215-221.

Боев А.А. 1989. Инструкция по приготовлению, тестирванию и использованию в рыбоводстве глицеринового гипофизарного препарата осетровых и карповых рыб. М.: Главрыбвод. 7 с.

Гербильский Н.Л. 1938. Влияние гонадотропного фактора гипофиза на нерестное состояние у Acipenser stellatus // ДАН СССР. Т.19. № 4. С.333-336.

Гербильский Н.Л. 1941. Метод гипофизарных инъекций и его роль в рыбоводстве // Метод гипофизарных инъекций и его роль в воспроизводстве рыбных запасов, Л.: Изд. ЛГУ. С.5-36.

Гербильский Н.Л. 1947. Современное состояние и перспективы метода гипофизарных инъекций в рыбоводстве // Труды Лаб. основ рыбоводсства. Т.1. С.5-24.

Гончаров Б.Ф., Игумнова Л.В., Полупан И.С., Савельева Э.А. 1991. Сравнение действия синтетического аналога гонадотропин-рилизинг гормона и гипофизов осетровых рыб // Онтогенез. Т.22. № 5. С.514-524.

Диксон Б.И. 1915. Деятельность Тепловского казенного рыбоводного хозяйства в связи с учреждением правительственной организации по рыбоводству в Саратовской губ. // Труды Совещ. по рыбоводству. Ч.2. Вып.2. С.190-197.

Подушка С.Б. 1999. Использование гипофизов леща при разведении сибирского осетра // Проблемы современного товарного осетроводства. Тезисы докладов первой научно-практической конф. Астрахань. С.40-41.

Тренклер И.В., Герасимов А.А., Груслова А.Б., Мочарук О.Г. 2008. Применение однократных и двукратных инъекций сурфагона для сттимуляции созревания самок осетра и севрюги // Актуальные проблемы рыбоводства р работах Центральной лаборатории по воспроизводству водных биоресурсов (1938-2008 гг.), к 70-летию работы. СПб. С.70-76.

Amaral H.J., Lazaro Santos I., Perez-Regadera J.J. 1995. Induced spawning of tench Tinca tinca (L.) 1758 by means of hypophysis crude extracts of Gallus domesticus // Pol. Arch. Hydrobiol. Vol.42. N 1-2. P.69-73.

Fagberno O.A., Salami A.A., Sydenham D.H.J. 1992. Induced ovulation in the catfish, Clarias isheriensis, using pituitary extracts from non-piscine sources // J. Appl. Aquacult. Vol.1. N 4. P.15-20.

Ihering R., von. 1935. Die Wierkung von Hypophyseninjektion auf den Laichakt von Fischen // Zool. Anz. Bd.111. S.273-279.

 

 

aquaprom.su

Инъецирование рыб | Aquaria2.ru

Нижний придаток мозга рыбы, называемый гипофизом , является железой внутренней секреции, выделяющей в кровь различные гормоны (биологически активные вещества), в том числе и гонадотропные гормоны, влияющие на рост и созревание яйцеклеток (икринок) и сперматозоидов.

Уместно применять гормональные инъекции в селекционных целях для получения быстрых и достоверных результатов. Например, если производителей золотой рыбки или ее форм сажать на нерест попарно, он часто не происходит. Если же на одну самку посадить 2...3 самца, нерест обычно удается, но в этом случае невозможно установить, какой из самцов является отцом мальков. С помощью же инъекций нетрудно стимулировать парный нерест.

В качестве гонадотропных препаратов применяют обычно ацетонированные, для длительного хранения, и высушенные гипофизы сазана, леща, плотвы и других рыб. Гипофиз нужно растереть в фарфоровой ступке в порошок, а затем к порошку добавить немного дистиллированной воды, чтобы получилась суспензия, которую шприцем вводят производителям в мышцы спины, немного ниже основания D, направляя иглу в сторону головы. Иглу следует вынимать осторожно. Место прокола прижать пальцем и слегка помассировать, чтобы введенный препарат не вытекал. Для форм золотой рыбки количество гипофиза представлено в табл. 5. Оптимальный срок созревания гонад при таких дозах и при Т 25 °С равен 12 ч, после чего самку вынимают из воды, обтирают сухой марлей, чтобы на отцеживаемую икру не попала вода, и, слегка массируя брюшко в направлении к половому отверстию, сцеживают икру в сухую чашку. Затем таким же образом сцеживают сперму у самца. Сперму удобно набирать в глазную пипетку. После этого сперму добавляют в икру (примерно 1 каплю на 5 г икры), перемешивают птичьим пером, а затем добавляют воду, чтобы она слегка покрывала икринки, продолжая перемешивание. Продолжительность движения сперматозоидов в воде около 70 с. Через 2...3 мин 3/4 объема воды сливают, не прекращая перемешивания, затем проделывают это еще дважды, после чего икру помещают на инкубацию. Икринки золотой рыбки очень клейкие и при недостаточно энергичном перемешивании могут слипнуться, что приведет к их гибели. Инкубировать икринки можно, поместив их так, чтобы они не слипались, на марлю или мельничный газ, натянутые на рамки из оргстекла. Рамки помещают в хорошо аэрируемый аквариум. Погибшие икринки нужно сразу удалять. Можно инкубировать икру и в аппарате Вейса, но в этом случае икринки предварительно надо обесклеить, насыпав в чашку, где будут перемешиваться икра, тальк или крахмал. Аппарат Вейса представляет собой стеклянный сосуд в виде цилиндра, сужающийся книзу (наподобие широкой бутылки без дна), нижнее отверстие которого плотно закрыто пробкой с проходящей насквозь трубкой, через которую под напором подается вода, поддерживающая икринки во взвешенном состоянии и стекающая через расположенный сверху слив. Напор воды подбирается таким образом, чтобы в верхней части аппарата он ослабевал и икринки опускались вниз, где снова подхватывались бы током воды. В 8-литровый аппарат Вейса нужно помещать около 50 г икры.

 

Начальная

Windows Commander

Far
WinNavigator
Frigate
Norton Commander
WinNC
Dos Navigator
Servant Salamander
Turbo Browser

Winamp, Skins, Plugins
Необходимые Утилиты
Текстовые редакторы
Юмор

File managers and best utilites

Гипофизарные инъекции в рыбоводстве (обзор подготовлен Мироновым С. Г.). Гипофиз рыб


Препарат гипофиза для разведения рыб

Обратимся к вопросу о регуляции созревания половых органов рыб. Толчком к созреванию служит изменение внешних условий. Информация о таких изменениях поступает в головной мозг рыбы и в результате нижний придаток промежуточного мозга — гипофиз —начинает выделять специальные гормоны, вызывающие созревание половых продуктов. Соответственно введение в организм рыбы гормонов гипофиза приведет к аналогичному результату.

Заготовку гипофиза ведут, используя половозрелых рыб из естественных водоемов, находящихся в состоянии готовности к нересту или перед или во время нерестовой миграции. Нельзя заготавливать гипофиз во время нереста и в посленерестовый период. Для заготовки гипофиза лучше всего подходит сазан, имеющий крупный гипофиз. Однако ввиду ограниченности запасов сазана используют и гипофиз леща. В принципе можно использовать гипофиз любых видов рыб. До настоящегго времени не доказано преимущественное влияние гормонов гипофиза, полученных от одного вида рыб, на рыб каких-то определенных систематических групп. Так, гипофиз сазана одинаково хорошо стимулирует нерест представителей отрядов карпообразных и окунеобразных. Для улучшения воздействия, а также с целью экономии практикуется смешивание гипофизов сазана и леща.

Гипофиз заготавливается только от свежепойманной рыбы. Для извлечения гипофиза острым ножом делается вертикальный срез головы рыбы на уровне заднего края жаберной крышки (у карповых).

Для обработки нужного направления среза придется потренироваться на нескольких рыбах. Нормальным следует считать срез, проходящий таким образом, чтобы полость, в которой расположен головной мозг рыбы, открывалась в своей передней части. Эта полость заполнена жироподобным веществом, для удаления которого используют марлевые тампоны. Очищенный от окружающего его вещества головной мозг при помощи глазного скальпеля или специально изготовленной из жести лопаточки с заостренными краями приподнимается и тогда станет заметен тонкий стебелек, соединяющий промежуточный мозг с гипофизом. Иногда при этой операции гипофиз удается вытащить из костной ямки, в которой он расположен. Однако часто (особенно у сазана) стебелек рвется и, заметив местоположение гипофизарной ямки, гипофиз аккуратно извлекают, подрезая покрывающую пленку. В отличие от сероватого мозга гипофиз белого цвета. Если при извлечении гипофиз был поврежден, то он для дальнейшего использования непригоден.

Извлеченные гипофизы на один час помещают в ацетон (химически чистый, применение технического ацетона недопустимо) так, чтобы они только были покрыты жидкостью. Затем их переводят в чистый ацетон, превышающий по объему объем гипофизов в 3—5 раз, и выдерживают в нем 7 часов. По истечении этого периода старый ацетон сливают и вновь заливают гипофизы свежим ацетоном, превышающим по объему объем гипофизов в 10—15 раз. Через 12 ч ацетон сливают и гипофизы сушат в тени при температуре не выше 20° С на фильтровальной бумаге до исчезновения запаха ацетона. Высушенные гипофизы хранят в герметически закрытой склянке в сухом и прохладном месте.

Качественный гипофиз имеет правильную округло-овальную форму и белый цвет. Препарат гипофиза готовится непосредственно перед инъекцией. Сухой гипофиз растирается в ступке, затем в небольшом количестве дистиллированной воды продолжают растирание до образования однородной суспензии. После этого объем жидкости доводят дистиллированной водой до необходимого. Для предотвращения возможного заражения в раствор добавляют минимальное количество (на кончике иглы) пенициллина.

При инъекциях (в зависимости от размеров рыбы) вводят 0,05—0,2 мл раствора. Отловленную рыбу заворачивают во влажную марлю и затем открывают участок тела, где предполагается делать инъекцию. Инъекцию делают чаще всего в спинную мышцу, держа иглу под углом к поверхности тела рыбы острием к голове рыбы. Обычно рыбы начинают конвульсивно дергаться в момент окончания введения, поэтому их нужно удерживать спереди и сзади иглы.

Расчет доз инъекции — дело довольно сложное. В общем случае проводится две инъекции — предварительная и разрешающая. Доза разрешающей инъекции — 3—5 мг гипофиза на 1 кг веса рыбы. Предварительная инъекция делается из расчета 1/10 дозы разрешающей. Разрешающую инъекцию делают через 12 ч после предварительной. Начала нереста можно ожидать через 6 ч после разрешающей инъекции. С повышением температуры воды и увеличением дозы эти временные промежутки сокращаются.

Иногда самцы созревают уже от предварительной дозы и тогда им делают только разрешающую.

Редко удается получить полноценное потомство, позволив рыбам самим отнереститься. Лучше всего, заметив начало первых попыток икрометания, отловить самцов и самок, выдавить у них икру и молоки и перемешать их перышком (без добавления воды!). Затем оплодотворенную икру нужно поместить в инкубатор.

Вышеописанный способ разведения рыб может быть освоен лишь после многократных попыток, и мы надеемся, что настоящих аквариумистов не испугают многочисленные трудности.

tazar.kg

Гипофизарные инъекции в рыбоводстве (обзор подготовлен Мироновым С. Г.)

Физиологический метод или метод гипофизарных инъекций - применяется для большинства весеннее-летне нерестующих рыб (осетр, карп, лещ, судак, белый амур и др.). К применению метода гипофизарных инъекций в рыбоводстве независимо друг от друга пришли два исследователя: Иеринг (Ihering) в Бразилии - 1935 г. и Гербильский в СССР - 1936 г. /Гербильский, 1975/.

Для стимуляции созревания производителей рыб используется тот же гонадотропный гормон, который содержится в гипофизе, и при нересте в естественных условиях поступает из гипофиза в кровь, вызывая созревание половых клеток. Гонадотропный гормон может накапливается в гипофизе рыб в определенные сезоны года (перед нерестом). Это позволяет использовать гипофиз рыб-доноров как источник гонадотропного гормона, при помощи которого можно получать зрелые половые продукты от производителей на рыбоводных предприятиях /Иванов, 1988/.

При внутримышечных инъекциях суспензии гипофиза рыб производителям, гонадотропный гормон поступает в кровь и стимулирует у них переход половых желез от IV к V стадии зрелости, получение зрелой, способной к оплодотворению икры у самок и доброкачественной спермы у самцов. При такой искусственной стимуляции созревания производителей путем введения им гипофизов, взятых от других рыб, происходит увеличение количества гонадотропного гормона гипофиза в крови. В природной среде то же самое происходит под влиянием нерестовых условий, усиливающих выделение собственного гонадотропного гормона /Иванов, 1988/. Для того, чтобы обеспечить длительность хранения гипофизов, извлеченных у рыб-доноров, их подвергают обработке химически чистым ацетоном, который обезвоживает и обезжиривает ткань гипофиза.

В ряде случаев гонадотропный гормон обладает видовой специфичностью, т. е. гипофиз, взятый у рыб одного вида, может оказаться неэффективным для других видов рыб. Например, гипофизы судака не подходят для стимуляции созревания у карповых рыб, поэтому на рыбоводных предприятиях для стимуляции созревания производителей используют, как правило, гипофизы того же вида рыбы. Гипофизы заготавливают только у рыб находящихся на IV стадии зрелости. Наилучшее время заготовки гипофизов - преднерестовая миграция. Для того чтобы подготовить гипофизы для хранения, их после извлечения подвергают ацетонированию.

Количество вводимого гипофиза зависит от его гонадотропной активности. Гонадотропная активность гипофиза определяется с помощью тест-объектов, в качестве которых используют самок вьюна или самцов лягушек. Вьюновая единица (В.Е.) - это такая минимальная доза гипофиза, которая у зимней самки вьюна, находящейся на IV стадии зрелости, средней массой 35 - 45 г вызывает созревание и овуляцию икры через 30 - 50 часов после инъекции при температуре 16 - 18 0С в лабораторных условиях. Лягушачья единица (Л. Е.) - это такая минимальная доза гипофиза, которая через 30 - 40 мин после инъекции вызывает реакцию спермиации у одного самца лягушки. Наилучшее время тестирования активности гипофизов - март. Активность 1 мг препарата ацетонированного гипофиза сазана обычно соответствует 1 Л. Е., 1 мг ацетонированного гипофиза осетра соответствует обычно 3,3 Л. Е. /Иванов, 1988/.

При проведении гипофизарных инъекций доза вводимого препарата, количество инъекций и продолжительность созревания производителей во многом зависят от температуры воды и степени зрелости производителей.

Следует учитывать, что при гипофизарных инъекциях положительного результата можно добиться только в том случае, если гонады инъецируемой рыбы находятся в IV завершенной стадии зрелости. Если гонады у производителей имеют более низкую стадию зрелости, то гипофизарная инъекция не вызывает у них созревания половых продуктов, либо половые продукты оказываются непригодными к оплодотворению. Завершенность IV стадии зрелости гонад у самок может быть оценена по степени поляризации ядра в ооците, что выявляется с помощью биопсии. У недостаточно зрелой икры ядро располагается в центре и по мере созревания перемещается к анимальному полюсу. Оценка степени зрелости гонад у самок по поляризации ядра чаще всего проводится для карпа и осетровых рыб. При этом самок осетровых рыб можно инъецировать только при достижении определенной степени поляризации ядра в ооците.

Дозы гонадотропных гормонов для стимуляции созревания различных видов рыб приведены в таблице.

Дозы гонадотропного гормона гипофиза, применяемого для стимуляции созревания производителей разных видов рыб

Таблица 1

Примечание:

ме - мышиные единицы - для хориогонина.

 

При гормональной стимуляции созревания производителей гипофизарные инъекции самкам производятся, как правило, дробно: общее количество гипофиза, необходимое для созревания икры, делится на несколько порций - одну или две предварительных и разрешающую инъекции. Такая схема в особенности подходит для стимуляции созревания самок карпа, если ядро у них находится в центре ооцита. Предварительная инъекция составляет обычно 1/10 часть общей дозы. При низких температурах воды (в пределах нерестового диапазона температур) количество инъекций также может быть увеличено до трех и более (применяется для карпа). Промежуток времени между инъекциями может составлять от 6 до 12 часов в зависимости от температуры. Например, для стимуляции развития ооцитов у карпа, если ядра находятся в центре, применяется трехкратные гипофизарные инъекции, при которых первая доза составляет 0,2 мг/кг, вторая - через 6 часов - 0,4 мг/кг, третья - через 12 часов после второй - 2 мг/кг. При отсутствии овуляции икры после третьей инъекции стимуляцию продолжают, при этом доза каждой последующей инъекции увеличивается на 0,25 - 0,5 мг/кг, четвертая и последующие инъекции делаются через 24 часа.

Самцы хорошо созревают после однократной гипофизарной инъекции, поэтому, например, самцам карпа вводится доза гипофизов в два раза меньшая, чем самкам. Самцов инъецируют, как правило, за час до разрешающей инъекции самкам.

Общее количество гипофиза, требуемого для стимуляции, рассчитывается исходя из общей массы производителей, с учетом температуры воды (у верхней границы нерестового диапазона доза снижается). При приготовлении суспензии гипофизов для инъецирования их взвешивают, измельчают, помещают в фарфоровую ступку и тщательно растирают пестиком до порошкообразного состояния. Затем, помешивая, постепенно добавляют необходимое количество физиологического раствора, исходя из нормы 0,5 или 1 мл на одного производителя. Суспензия гипофизов медленно вводится в мышцы спины выше боковой линии в первую треть тела рыбы (карпу - под чешуйку). Место прокола при этом придерживается пальцем, и после удаления иглы несколько секунд массируется, чтобы введенная суспензия не вылилась обратно.

Для обеспечения нормального созревания икры после гипофизарной инъекции температуру воды в емкостях с производителями постепенно увеличивают на 2 - 3 оC. После проведения инъекций недопустимо понижение температуры.

Гипофизы, используемые для инъекций наряду с гонадотропным гормоном, содержат и тиреотропный гормон, повышающий уровень обменных процессов у рыбы, поэтому у инъецированных рыб возрастает потребность в кислороде. Содержание кислорода в воде должно быть оптимальным.

Ссылки на источники:

Гербильский Н.Л. Метод гипофизарных инъекций и его роль в рыбоводстве // Гормональная стимуляция полового цикла рыб в связи с задачами воспроизводства рыбных запасов: Труды ВНИРО. – Т. 111. – Л.: Наука, 1975. С. 7 – 22.

Иванов А.П. Рыбоводство в естественных водоемах. – М.: Агропромиздат, 1988. – 367 с.

aquafeed.ru

Эндокринная система рыб

Эндокринная система - одна из составляющих морфологической основы нейрогуморальной регуляции, прошедшей длинный эволюционный путь. В этой сложной системе гуморальная регуляция (в историческом плане) первична.

Система гуморальной регуляции развивалась параллельно с развитием клеточной мембраны, т. е. эта система регуляции имеется уже у одноклеточных животных. Примитивные одноклеточные обладают раздражимостью. Их клеточная мембрана проявляет избирательность, т.е. свойства, в основе которых функционируют гуморальные агенты- электролиты (ионы калия, натрия, хлора, кальция, водорода, гидроксила). Более сложные функции клетки (размножение, регенерация, рост) контролируются уже с участием гормонов или гормоноподобных веществ. У многоклеточных организмов роль гуморальной системы в регуляции физиологических функций дополняется нервной системой, которая обеспечивает более адекватную реакцию животного на внешние и внутренние раздражители. Нервная и гуморальная системы функционируют как единое целое. Взаимодействие между ними осуществляется на трех уровнях: клеточном, органном, организменном. Примером взаимодействия на клеточном уровне может служить работа нейрохимического синапса (рис. 12.1).

Нервный импульс поступает к регулируемой клетке по аксону соответствующего нейрона. Однако синаптическую щель нервный импульс преодолеть не может. С этого момента функцию регуляции берет на себя гуморальное звено: под действием нервного импульса в пресинаптической мембране образуется химическое вещество - медиатор (например, норадреналин), который выбрасывается в синаптическую Щель, связывается рецепторами клетки-эффектора и вызывает соответствующие физиологические изменения в этой клетке. Межорганное взаимодействие иллюстрирует работа гипоталамо-гипофизарно- адреналовой системы (рис. 12.2).

Афферентация рецепторного аппарата приводит в возбуждение определенные структуры таламуса. В результате возбуждается гипоталамус, а затем гипофиз. Здесь заканчивается нервное звено и начинается химическая регуляция.

Гипофиз вырабатывает и выделяет в кровь адренокортикотроп-гормон (АКТГ), который возбуждает интерреналовые тела головной почки рыб. Результатом этого возбуждения являются образование и выделение в кровь кортикостероидов.

Взаимодействие нервного и эндокринного (гуморального) звеньев у рыб

Рис. 12.1. Схема нейрохимического синапса

Рис. 12.2. Взаимодействие нервного и эндокринного (гуморального) звеньев из органном уровне

Примером взаимодействия нервной и гуморальной систем на организменном уровне является реакция адаптации, которая будет детально рассмотрена на рыбах ниже. Главными агентами гуморальной регуляции служат гормоны, вырабатываемые специализированными клетками, которые могут быть вкраплены в слизистую оболочку, например, желудка, концентрироваться группами, образуя "тельца", например интерреналовые, или могут образовывать самостоятельные структуры, как в случае с щитовидной железой у млекопитающих. У рыб истинных желез внутренней секреции, кроме гипофиза, по существу, нет. И тем не менее гуморальная система рыб имеет много общего с эндокринной системой высших позвоночных. Прежде всего эта общность затрагивает гормоны, многие из которых, например инсулин, тироксин, адреналин, не имеют видовой специфичности.

Механизм действия гормонов у рыб

Химическая природа гормонов различна. Это и стероиды, и пептиды, и производные аминокислот, и производные жирны кислот. При этом все они обладают рядом общих черт:

контролируют синтез белка;

активны в чрезвычайно малых количествах;

имеют дистантный характер действия;

действуют только на свои клетки-мишени, имеющие реиепторы к конкретному гормону;

имеют непродолжительный период активности; многие из них не имеют видовой специфичности.

Стероидные гормоны (кортизол, тестостерон, эстрадиол, прогестерон и др.) образуются из холестерина. К этой же группе специалисты причисляют арахидоновую кислоту и ее производные (простагландины, простациклины, тромбоксаны, лейкотриены).

Все стероидные гормоны гидрофобны; их транспортирование по кровеносному руслу осуществляют специальные переносчики. Однако внутрь клетки ввиду своей липофильности они проникают легко (рис. 12.3).

Рецепторы этих гормонов обнаруживают в цитоплазме клеток-мишеней. Белки- рецепторы одновременно выступают и транспортным средством в пределах клетки, доставляя гормон в клеточное ядро.

В ядре стероиды взаимодействуют с ДНК и вызывают синтез матричной РНК, затем рибосомальной РНК и полисом - комплекса дополнительных рибосом с мембранами эндоштазматического ретикулума. В результате индуцированной стероидным гормоном транскрипции и трансляции в клетке-мишени в течение нескольких часов образуется 3-5 новых белков.

Механизм действия стероидных гормонов у рыб

Рис. 12.3. Механизм действия стероидных гормонов: комплекс стероидного гормона и молекулы глобулина крови; АР - активированный клеточный рецептор

Белковые гормоны (СТГ, ТТГ, ФСГ, ЛГ, пролактин, инсулин и др.) имеют слишком крупные размеры молекулы и не в состоянии самостоятельно проникать через клеточную мембрану (рис. 12.3) На поверхности клетки-мишени гормон улавливается рецептором. Механизм действия белковых гормонов заключается в активации цитозольных протеинкиназ, запускающих реакции синтез определенных белков.

Этому предшествует этап синтеза ряда химических веществ называемых месенджерами, под влиянием комплекса из гормона и белка-рецептора мембраны клетки-мишени. Роль месенджеров выполняют в основном три агента - цАМФ, ионизированный кальций и диацилглицерин.

Месенджеры активируют протеинкиназы, которые, в свою очередь, вызывают фосфорилирование белков и определенные физиологические эффекты (изменение проницаемости мембран, синтетические процессы, механические эффекты и др.).

Механизм действия гормонов нестероидной природы у рыб

Рис. 12.4. Механизм действия гормонов нестероидной природы

Разновидности паракринной секреции у рыб

Рис. 12.5. Разновидности паракринной секреции: а- паракринная; б - изокринная; в - аутокринная

цАМФ-зависимыми гормонами являются АКЛТ, ТТГ, ФСГ, ЛГ, адреналин (через р-рецепторы). Кальцийзависимыми считаются окситоцин, вазопрессин, гастрин, катехоламины (через а-рецепторы).

Таким образом, эндокринной системе рыб больше подходит название "паракринная система", так как истинной железой можно считать только гипофиз. Остальные структуры, производящие гормоны, либо относятся к железам смешанного типа, либо являются паракринным аппаратом в чистом виде. Различают несколько видов паракринных эффектов (рис. 12.5): собственно паракринный механизм: специализированная клетка вырабатывает гормон, который поступает в межклеточное пространство и находит поблизости клетку-мишень;

изокринный механизм: клетка-продуцент гормона плотно контактирует с клеткой- мишенью, поэтому гормон переходит из клетки в клетку; аутокринный механизм: клетка-продуцент одновременно является и клеткой-мишенью.

Основные эндокринные структуры рыбы

Гипофиз справедливо считается главной железой внутренней секреции, поскольку прямо или опосредованно все железы зависят от него. В отличие от гипофиза высших животных гипофиз Рыб имеет упрощенное строение: он не имеет четко разграниченных передней, задней и средней долей (рис. 12.6). Передняя доля гипофиза (аденогипофиз) у рыб может занимать большую часть железы. В этом случае его подразделяют на проаденогипофиз и мезоаденогипофиз. Задняя доля гипофиза является продолжением промежуточного мозга, поэтому и называется нейрогипофизом. По существу, нейрогипофиз и не образует компактной доли у рыб. Чаще он имеет древовидную структуру и пронизывает своими ветвями всю массу гипофиза.

Гипофиз костистых рыб

Рис. 12.6. Гипофиз костистых рыб: 1, 2- аденогипофиз; 3- промежуточная доля. 4- нейрогипофиз

Филогенетические корни аденогипофиза и нейрогипофиза различны. Аденогипофиз берет свое начало от органов пищеварения. В эмбриогенезе он формируется как выпячивание задней стенки глотки. Поэтому аденогипофиз рыб состоит из эпителиальной железистой ткани. Нейрогипофиз исторически связан с нервной трубкой. Поэтому он состоит из элементов нервной ткани - глиальных клеток, отростков нейро-секреторных клеток гипоталамуса и тел Герринга (особые окончания нейронов, выполняющих функцию накопителей нейросекретов). Средняя доля гипофиза у рыб отсутствует. Однако в составе гипофиза имеются скопления клеток, которые у рыб принято называть метааденогипофизом, являющимся аналогом средней доли гипофиза высших позвоночных животных. Из гипофиза у рыб выделен тот же набор гормонов, что и у высших животных. Однако их физиологические эффекты на рыбе несколько отличаются от известных эффектов у высших позвоночных животных (рис. 12.7).

Соматотропный гормон (СТГ) образуется в передней доле гипофиза. Имеет различные органы-мишени. Основные физиологические эффекты на рыбе - рост, органогенез, регенерация органов и тканей.

Тиреотропный гормон (ТТГ) активизирует функцию щитовидной железы, Адренокортикотропный гормон (АКТГ) контролирует активность интерреналовых тел головной почки. Является участником гуморальной фазы реакции адаптации при воздействии на организм стресс-факторов.

Пролактин имеет клетки-мишени в ряде органов: почках, жабрах, желудочно- кишечном тракте, плавательном пузыре, коже. Играет большую роль в регуляции избирательных свойств мембраны органов, причастных к осморегуляции у пресноводных видов рыб. Этот гормон стимулирует также образование кожной слизи.

Эффекты гормонов гипофиза у рыб

Рис. 12.7. Эффекты гормонов гипофиза у рыб

(ФСГ, ЛГ) гипофиза регулируют сперматогенез у самцов и овогенез у самок рыб. Влияют на половое поведение.

Окситоцин (ихтиотоцин) - гормон нейрогипофиза. Строго говоря, он вырабатывается гипоталамусом, а в нейрогипофизе просто накапливается. Этот гормон у рыб влияет на избирательную проницаемость клеток мембраны почек и жабр. Поэтому можно говорить о его причастности к осморегуляции. Интимный механизм его действия на рыбах изучен недостаточно.

Вазопрессин (вазотоцин) нейрогипофиза рыб регулирует тонус кровеносных сосудов и влияет на их проницаемость, регулирует водно-солевой обмен. Меланофорный гормон (МФГ) метааденогипофиза у рыб, как и у других животных, регулирует пигментный обмен. Не все исследователи связывают происхождение этого гормона у рыб со средней долей гипофиза и причисляют его к продуктам нейрогипофиза. Однако, скорее всего, просто технические сложности не позволяют отделить продукт метааденогипофиза от продуктов нейрогипофиза, Секреторная активность метааденогипофиза стимулируется освещением. Выброс в кровь меланофорного гормона приводит к возникновению более темной окраски кожи рыб.

Щитовидная железа у рыб не оправдывает своего названия, заимствованного у высших позвоночных. У рыб под "щитовидной железой" понимают небольшое скопление специфических фолликулов на аорте между сердцем и жабрами и частично на мышцах нижней челюсти, Таким образом, собственно железы как таковой у большинства костистых рыб нет (рис. 12.8).

По некоторым данным, тиреоидные фолликулы встречаются и на стенках спинной аорты, в головной почке и даже в ткани селезенки. У двоякодышащих и, как ни странно, у хрящевых рыб тиреоидные фолликулы формируют компактный орган. Из тиреоидных образований рыб выделены три гормона - Т2, ТЗ и Т4. Из них в крови обнаруживается тетраиодтиренин (14). Функция тиреоидных гормонов у рыб до конца неясна. Тироксин не дает у рыб такого однозначного эффекта по отношению к основному обмену, как у наземных животных. Метаморфоз, органогенез и регенерация тканей у рыб зависимы от тиреоидных гормонов лишь частично. Исследователи отмечают гиперфункцию тиреоидных фолликулов у рыб при сезонных, пищевых миграциях и при нересте.

Эвригалинные рыбы при попадании в соленую воду также отвечают повышением функциональной активности щитовидной железы, что наводит на мысль о причастности тиреоидных гормонов к осморегуляции. Есть свидетельства того, что пероральное назначение тиреоидных гормонов вызываег усиление роста молоди рыб.

Топография тиреоидных образований у рыб

Рис. 12.8. Топография тиреоидных образований у рыб ("щитовидная железа ")

Иптерреналовые тельца (функциональный аналог корковой части надпочечников) невооруженным глазом увидеть невозможно так как они представляют собой микроскопические вкрапления в ткань головной почки. Кортикостероиды рыб аналогичны и по химическому составу, и по физиологическим эффектам гормонам корковой части надпочечников высших позвоночных. Из глюкокортикоидов рыб наиболее изученными являются кортизол и кортикостерон. Кортизол обеспечивает адаптацию организма рыб в стрессовых ситуациях. Он стимулирует глюконеогенез в печени, поддерживает на постоянном уровне концентрацию глюкозы в крови, подавляет жироотложение. Этот стероид у рыб причастен и к процессу осморегуляции в пресной воде, так как активно удерживает натрий в почечных канальцах.

Кортикостерон тоже участвует в осморегуляции. Поскольку он выражение подавляет гломерулярную фильтрацию воды, то можно с уверенностью говорить об его особой роли в процессе поддержания водно-солевого гомеостаза у рыб в соленой воде.

Роль минералокортикоидов у рыб изучена крайне плохо. Известно, что главный минералокортикоид млекопитающих - альдостерон - на рыбах неэффективен. Хромаффиновые железы - аналоги мозгового слоя надпочечников - секретируют в кровь катехоламины. Хромаффиновые клетки можно обнаружить при гистологических исследованиях головной почки в области ее прилегания к задней кардинальной вене. При помощи гистохимических методов в цитоплазме хромаффиновых клеток выявляют два гормона - норадреналин и адреналин. Есть сообщения о том, что соотношение этих гормонов в крови рыб иное, чем у наземных животных. По крайней мере, у карпа преобладающей формой является норадреналин.

Физиологические эффекты катехоламинов на рыбах аналогичны таковым наземных животных, т. е. они дублируют симпатические влияния. В стресс-реакциях на стадии тревоги у рыб в крови повышается уровень адреналина и возникают классические изменения физиологических показателей.

Ренин-ангиотензиновая система у рыб представлена окологломелулярными клетками, т. е. является еще одной эндокринной системой в составе почек. Гормон этой структуры -ренин - довольно хорошо изучен. Его основная роль - активация ангиотензина-1 (вырабатывается печенью) в ангиотензин-Н, повышающий кровяное давление в почках. Ренин является видоспецифичным гормоном. Выделенный из почек рыб, он у млекопитающих не вызывает прессорных реакций. Ренин образуется и в тельцах Станниуса - еще одном почечном образовании рыб. Тельца Станниуса - это два микроскопических образования на цетральной стороне каудальной части почки рыб. Гистохимические исследования, к сожалению, не позволяют выделить в их структуре какой-либо из известных у млекопитающих гормон или гормоноподобное вещество. Однако мало кто сомневается в их эндокринном предназначении, так как их экстирпация сопровождается эффектом выпадения с явными признаками нарушений гормональных регуляций. Их удаление у рыб вызывает серьезные нарушения водно-солевого гомеостаза. Некоторые исследователи считают, что тельца Станниуса вырабатывают вещество гипокальцин, влияющее на обмен кальция у рыб.

Улътимобранхиальная железа - структура, обнаруженная на мембране между сердцем и печенью, имеет вид белесой полоски. Клетки, ее образующие, секретируют в кровь гормон кальцитоцин. Этот гормон вызывает сильнейший гипокальциемический эффект у человека и, что совершенно неожиданно, не влияет на уровень кальция в крови у лососей, из железы которых он был выделен. Объяснить это странное явление, наверное, можно следующим. У рыб кальциемию контролирует несколько систем. Роль кальцитонина, возможно, сводится только к контролю за экскрецией кальция через жабры при содержании рыб в соленой во-де. В пресной воде его жаберно-экскреторная функция блокируется. Урофиз - нейросекреторная зона концевого отдела спинного мозга - был обнаружен при изучении гистоструктуры спинного мозга еще в середине XIX века. Однако эта железа остается загадкой для физиологов и по сей день.

Установлено, что урофиз вырабатывает и секретирует в кровь несколько близких по химическому строению веществ. Их называют уротензинами. У карпа эта железа вырабатывает также ацетилхолин. Считается, что уротензины участвуют в осморегуляции пресноводных рыб. Экспериментально доказано, что они снижают периферическое давление крови, вызывают сокращения гладких мышц и способствуют сохранению натрия в организме пресноводных рыб. Уротензины стимулируют поглощение натрия из воды жаберными мембранами и такое же поглощение натрия в почках из первичной мочи.

Поджелудочная железа - железа смешанного типа. Она представляет собой компактный орган только у хрящевых рыб. У костистых она объединена с печенью и потому называется гепатопанкреасом. Этот орган располагается вдоль кишки и достигает разной степени развития, составляя от 1,5 % живой массы у карпа до 10% живой массы у трески.

Разбросанные по печеночной паренхиме дольки поджелудочной железы имеют индивидуальные эк-зосекреторные протоки, которые после слияния впадают в желчный пузырь. У некоторых видов экзосекреторная часть поджелудочной железы имеет собственные протоки, открывающиеся в головной кишке и пи лирических придатках.

Эндокринная часть разбросана по долькам железы и формируется из клеток четырех типов, включая нервные клетки. Как и у высших позвоночных, поджелудочная железа как эндокринный орган причастна к регулированию углеводно-жирового обмена. Однако в экспериментах после парентерального введения инсулина далеко не всегда получают гипогликемический ответ.

Вероятно, глюкоза крови не является для рыб жесткой константой гомеостаза, так как в норме ее концентрация в крови колеблется от 50 до 150 мг%. Более того, экспериментально у рыб удается довести концентрацию глюкозы в крови до нуля без каких-либо клинических признаков патологий, например судорог (как у млекопитающих). Объяснить это можно тем, что у рыб глюкоза не является главным источником энергии для мозга и мышц, как у наземных животных. В мышечном энергетическом обмене у рыб основную роль источников энергии выполняют липиды. И тем не менее во многих случаях инсулин понижает уровень глюкозы в крови рыб, а его антагонист глюкагон соответственно вызывает противоположную реакцию.

Гонады как железы смешанной секреции имеют хорошо развитый эндосекреторный аппарат, который вырабатывает половые стероиды.

В ястыках вырабатываются в больших количествах эстрогены, которые регулируют у самок овогенез, влияют на развитие вторичных половых признаков при половом созревании, формируют половое поведение самок. Определяющая роль эстрогенов в половом детерминизме ювенальных гермафродитов доказана в экспериментах по скармливанию эстрона и эстрадиола молоди тиляпии и лососевых рыб. Причем эстрадиол оказывал более сильный по сравнению с эстроном эффект. При его использовании и на тиляпии, и на лососях выход самок составлял 100 %.

Роль прогестерона у самок рыб пока изучена плохо.

Активность эндокринной системы яичников характеризуется цикличностью. Большую часть года она находится в состоянии относительного покоя. С приближением нерестового периода под влиянием гонадотропных гормонов гипофиза происходит ее активизация.

Семенники рыб вырабатывают мужские половые гормоны, наибольшее значение из которых имеет тестостерон. Андрогены стимулируют сперматогенез, формируют вторичные половые признаки, опреде-ляют половое поведение самцов при нересте. Тестостерон и другие мужские половые гормоны обладают ярко выраженным анаболическим эффектом и при добавлении в корм уже в количестве 1 -10мг/кг вызывают ускоренный рост многих видов рыб (карась, форель, тиляпия, кижуч). Таким образом, эндокринная (паракринная) система рыб регулирует основные вегетативные функции рыб и определяет многие стереотипические поведенческие реакции.



biofile.ru

Применение гипофизарных инъекций в условиях рыбхозов Краснодарского края

Контакты

Почтовый адрес: 238560,Калининградская обл.,г. Светлогорск, а/я 2

Телефон, факс: +7(401 53) 206 42;моб:  +7 962 257 1180

Контактное лицо: Сергиенко Сергей Анатольевич 

E-Mail: [email protected]

 

BannerFans.com

BannerFans.com

опубликовано: 2009 г

Е.Ф.Шереметьева

Применение гипофизарных инъекцийв  условиях рыбхозов Краснодарского края

          В рыбоводных хозяйствах Краснодарского края широко применяются гипофизарные инъекции для ускорения созревания производителей рыб. При этом используется действие гонадотропного гормона, содержащегося в гипофизах рыб, на завершающий период развития половых клеток - переход половых желез из  IV в V  стадию зрелости, получение зрелой, способной к оплодотворению и развитию икры у самок и подвижных сперматозоидов у самцов. Благодаря гипофизарным инъекциям возможны заводское разведение карпа и сазана, искусственное разведение растительноядных рыб, разведение осетровых и других  видов рыб.    В Краснодарском крае около тридцати рыбоводных хозяйств имеют свои стада производителей различных видов рыб: карпа, растительноядных, осетровых. В этих хозяйствах многие десятилетия для проведения нерестовых компаний используются гипофизы рыб, хотя частично применяются и синтетические аналоги гормонов гипофиза, такие препараты, как, сурфагон, нерестин.   При применении гипофизов следует учитывать, что гонадотропные гормоны в ряде случаев обладают видовой специфичностью, что выражается в том, что гонадотропные гормоны одних видов оказываются неэффективными при использовании на других видах.   Так, например гипофизы окуневых рыб (окунь, ерш, судак) не вызывают ускорения созревания половых продуктов при инъекции карповым или осетровым рыбам. Следовательно, для инъекции лучше всего пользоваться гипофизами от т ого же вида рыб, к которому принадлежат инъецируемые особи. Однако, это не значит, что во всех случаях необходимо пользоваться только гипофизами того вида, к которому принадлежит инъецируемая особь. Например, гипофизы сазана практически универсальны и могут применяться для гипофизарных инъекций всех промысловых рыб, включая осетровых. Гипофизы других видов рыб дают положительные результаты при инъекции либо только этим же видам, либо в пределах одного семейства. Так гипофизы сазана и леща могут с успехом применяться для получения зрелых половых продуктов у карповых, в частности карпа, сазана, белого амура, толстолобика, окуневых, а также  осетровых. Ко второй группе относится судак, гипофизы которого дают положительный результат только на окуневых рыбах и не оказывают стимулирующего влияния на созревание половых продуктов у карповых рыб.  Гипофизы осетровых рыб не следует применять для инъекции другим видами рыб, кроме осетровых, например, карповым.

Гипофизарные инъекции производителям карпа.

   Для инъекции используют гипофизы карпа, сазана. Водную суспензию гипофизов готовят непосредственно перед работой, так как она теряет свои свойства в течение нескольких часов. Время начала инъецирования рассчитывают таким образом, чтобы получение половых продуктов приходилось на дневное время. Применяют двукратную инъекцию самок с интервалом 12-14 часов. Наилучшие результаты получают при инъекции самок из расчета 3-5 мг гипофизов на 1 кг массы тела рыбы. Доза предварительной инъекции составляет 1/10 часть общего количества гипофизов. Температура воды не должна быть ниже 20 градусов Цельсия. Самцов инъецируют однократно из расчета 1,5 мг на кг живого веса. Инъецирование самцов проводят одновременно с введением самкам последней порции ацетонированных гипофизов. Соотношение самок и самцов в зависимости от количества полученной икры составляет 2:1 или 1:1.     

Гипофизарные инъекции производителям растительноядных рыб.

    Растительноядные рыбы: белый амур, белый толстолобик и пестрый толстолобик были завезены в европейскую часть России в 60-х годах прошлого века из бассейна р. Амур и рек Китая. По  сравнению с карпом эти рыбы более теплолюбивы. Климатические условия Краснодарского края отлично подошли для выращивания растительноядных рыб. Самовоспроизводящееся стадо этих рыб  образовались в  реке Кубань. Однако, после её зарегулирования естественный нерест прекратился.   В настоящее время в Краснодарском крае  растительноядных рыб воспроизводят искусственным методом с помощью гормональной стимуляции созревания половых продуктов. После введения гормонов рыба переходит в нерестовое состояние независимо от наличия нерестовой обстановки. Для созревания необходимы хорошие кислородные условия и температура воды не ниже 19-20 градусов Цельсия. В рыбоводстве пользуются ацетонированными гипофизами. Для получения половых продуктов от растительноядных рыб используют гипофизы половозрелого сазана и леща, заготовленные в период  октября по апрель.   Гипофизарная инъекция способна стимулировать созревание самок, имеющих яичники в завершенной    IV стадии зрелости. Самкам по этой схеме гонадотропный гормон вводят дважды. Первый раз вводят очень малую дозу гормона, составляющую 1/8 - 1/10 часть общей намеченной дозы гормона, через сутки после такой предварительной инъекции проводят вторую - разрешающую инъекцию.   Определение необходимого количества гипофиза при разрешающей дозе является весьма важным моментом в рыбоводном процессе. Наблюдения показывают, что это количество колеблется большей частью в пределах 3-6 мг на 1 кг массы самки. Оно может изменяться  зависимости от степени зрелости половых продуктов (ооцитов). При определении дозы необходимо учитывать не только массу рыбы, но и величину ее гонад. Чем больше самка имеет икры, тем больше требуется гипофиза для полной её отдачи. Сказывается на дозе также и активность самих вводимых гипофизов.   Практически дозу определяют, перемножая массу самки (индивидуальную или при равном материале - среднюю) на выбранное в интервале от 3 до 6 мг количество гипофиза и корректируют это количество в последующих партиях в зависимости от того, насколько полно самки отдали икру.   Предварительная доза, как было сказано, должна составлять 1/8-1/10 часть разрешающей, но для удобства её определения можно порекомендовать вводить самкам массой 3-5 кг по 3 мг сухого вещества гипофиза, а более крупным - по 5-6 мг.   Для работы используют обычно текучих самцов. Однако для получения достаточного количества спермы самцам также делают гипофизарную инъекцию. Инъекцию самцам делают за час до проведения разрешающей инъекции самкам. Самцам массой 5-7 кг вполне достаточно ввести 4-6 мг гипофиза на рыбу. При необходимости получения большего количества спермы и более крупным самцам, часто имеющим у белого амура и пестрого толстолобика массу до 10 кг и больше, следует вводить по 12-15 мг вещества гипофиза на рыбу.                   

Гипофизарные инъекции производителям  осетровых рыб.

   Для стимуляции созревания половых клеток осетровых следует пользоваться гипофизами рыб того же семейства. Возможность использования для стимуляции созревания половых продуктов у осетровых  также гипофизов карповых рыб известна давно. Ещё в довоенные  годы Б.Н.Казанский (1940) , используя гипофизы леща, добился созревания икры у севрюги. Г.М.Персов (1950) при работе с производителями стерляди применял глицериновую вытяжку из ацетонированных гипофизов сазана. В настоящее время за рубежом гипофизы карпа широко используются в практике разведения осетровых различных видов, в том числе и сибирского осетра. При этом обычно применяются следующие дозировки сухого порошка гипофизов (мг/ кг): для самцов  - от 1 до 4, для самок - от 2 до 10.   В России до последнего времени в осетроводстве традиционно использовали гипофизы осетровых рыб, которые заготавливали централизованно  и стоили они дешевле карповых. Однако, наблюдаемое в последние годы катастрофическое падение численности осетровых привело к дефициту осетровых гипофизов, и поэтому возникла необходимость провести поиски альтернативных препаратов. Одним из таких препаратов  стали ацетонированные гипофизы леща, который широко распространен в европейской части страны и акклиматизирован в ряде водоемов  Сибири. Численность леща в последние годы достаточно велика, он добывается в промысловых количествах и может служить стабильным источником гипофизов. Немаловажно и то, что лещевые гипофизы на российском рынке в последние годы являются одним из наиболее доступных и дешевых гормональных препаратов.   В конце 90-х годов прошлого столетия российским ученым С.Б.Подушка были проведены работы  по возможности применения гипофизов леща для стимуляции созревания половых продуктов у сибирского (ленского) осетра. Производители были готовы к нересту: имели хорошо выраженный брачный наряд, ядро в ооцитах было смещено к оболочкам анимального полюса. Использовали ацетонированные гипофизы леща, производимые предпринимателем С.А.Сергиенко (г. Светлогорск, Калининградской области), которые хранились в холодильнике в течение от полугода до полутора лет. Самцам инъецировали внутримышечно суспензию, содержащую 10-15 мг сухих лещевых гипофизов, самкам  - 25-40 мг. В пересчете на единицу живого веса дозировки составляли: для самцов 1,5-2,0 мг/кг, для самок 2,5-5,0 мг/кг. Контрольным рыбам инъецировали такие же дозы ацетонированных гипофизов осетровых. Производители ленского осетра, инъецированные лещевым и осетровым гипофизом, созревали в одни и те же сроки. Достоверных отличий в количестве и качестве половых продуктов в опытном и контрольном вариантах  отмечено не было. Полученные результаты свидетельствовали о возможности использования лещевых гипофизов при разведении сибирского осетра. При этом можно применять такие же дозировки препарата, как и рекомендованные при работе с осетровыми гипофизами.   В последние годы в Краснодарском крае получило широкое развитие товарное осетроводство, основными объектами которого являются сибирский (ленский) осетр и стерлядь. В связи с дефицитом осетровых гипофизов для разведения этих видов рыб стало актуальным использование лещевых гипофизов.

Список использованной литературы:  

1. Мильштейн В.В. Осетроводство. - 2-е изд., перераб. и доп.- М.: Легкая и пищевая пром-сть, 1982.-152 с.

2. Сборник нормативно-технологической документации по товарному рыбоводству том 1.- М.: МРХ СССР  ВНПО по рыбоводству. 1986.-260 с.

3. Багров А.М., Богерук А.К., Веригин Б.В., Виноградов В.К.и др.

4. Руководство по биотехнике разведения и выращивания дальневосточных растительноядных рыб. - М.: Госкомрыболовства, ВНИИПРХ, 2000. - 211 с.

5. Тезисы докладов первой научно-практической конференции "Проблемы современного товарного осетроводства". 24-25 марта 1999г., стр.156.

 

 

 

 

5. Дозы порошка гипофиза сазана для форм золотой рыбки, мг Масса рыбы, гСамкиСамцыМасса рыбы, гСамкиСамцы
30...500 30,1170...2000,8
50...800,40,2200...2301,0
80...1100,50,3230...2601,2
110...1400,60,4260...3001,4
140... 1700,70,5300...3501,6

Разные порции икры от одной самки можно оплодотворить спермой нескольких самцов, или наоборот. Отдельное выращивание пометов дает возможность определить по потомству качество производителей и выбирать оптимальные варианты.

Чтобы сопоставлять содержание гонадотропного гормона в гипофизах разных видов рыб, применяется биологическое тестирование на животных (тест-объектах). Чаще для этой цели используются вьюны или лягушки. Одна вьюновая единица (В. Е.) – минимальная доза гонадотропного гормона, вызывающая через 30–50 ч после инъекции созревание икры и овуляцию (процесс выхода икринки из яичника самки) у зимних самок вьюна IV стадии зрелости массой 35...45 г при Т 16...18 °С. Чтобы выяснить это, нескольким группам самок одновременно проводят инъекции различными дозами. Быстрее качество гипофизов рыб определяется, если тест-объектом служит лягушка. Положительной реакцией в этом случае считается появление подвижных сперматозоидов в клоаке самца после инъекции суспензии гипофиза в спинные лимфатические мешки. Одна лягушачья единица (Л. Е.) – минимальное количество препарата гипофиза рыбы, вызывающее реакцию спермиации у одного самца лягушки.

Общее количество физиологического раствора или дистиллированной воды, являющихся компонентами суспензии, вводимых рыбе могут несколько варьировать, но необходимая доза препарата должна быть введена полностью. При этом для получения зрелой спермы у самцов достаточно ввести 2/3 или 1/2 дозы, применяемой для самок того же вида. Биологическая активность препарата ацетонированных гипофизов сазана составляет обычно 3,2...3,5 (в среднем около 3,3) Л. Е. в 1 мг препарата.

Гипофизы можно заготовить самому. Для этого нужно взять половозрелую живую рыбу с гонадами в IV стадии зрелости, по 6-балльной шкале, вскрыть у нее череп и пинцетом осторожно, чтобы не раздавить или не разорвать, извлечь гипофиз. Для длительного хранения гипофизы опускают в безводный химически чистый ацетон с целью обезвоживания и обезжиривания. Сначала в один сосуд с ацетоном на 12 ч, затем в другой сосуд со свежим ацетоном на 6...8 ч. Объем ацетона должен в 10... 15 раз превышать объем находящихся в нем гипофизов. Затем гипофизы раскладывают на фильтровальной бумаге и просушивают на воздухе. Высушенные гипофизы помещают в сухую пробирку или флакон и герметически закупоривают. Для большей сохранности их нужно хранить в сухом помещении, желательно в холодильнике при T от 0 до 5 °С. В этом случае их активность сохраняется в течение нескольких лет, хотя и понижается со временем. При инъекциях доза порошка, полученного из старых гипофизов, должна быть немного выше. Но лучше не хранить гипофизы дольше 2 лет.

Для многих видов рыб надежным и удобным заменителем препарата гипофиза для стимуляции созревания половых клеток является хорионический гонадотропин, получаемый от млекопитающих и выпускаемый фармацевтической промышленностью в виде обезвоженного под вакуумом порошка. Одна его единица действия (ЕД) соответствует 0,1 мг порошка. Выпускают его в герметически закрытых флаконах по 500, 1000, 1500 и 2000 ЕД, к флакону прилагаются ампулы с растворителем. Этот препарат называется хориогонином. Биологическая активность хориогонина определяется в мышиных единицах (М. Е.).

Для стимуляции самок судака в зависимости от Т требуется от 200 М. Е. (при Т 12...15 °С) до 500 М. Е. (при 9...10 °С) хориогонина. При этом продолжительность созревания самок может быть различной – от 45 до 96 ч. Самцам судака в зависимости от Т вводят от 50 до 150 М. Е. Естественно, что для более мелких аквариумных рыб дозы будут значительно меньше.

aquaria2.ru

Определение гонадотропной активности гипофиза рыб — КиберПедия

Использование тест-объектов. До настоящего времени для определения количества гонадотропных гормонов в препаратах гипофизов используются различные реакции органов животных, получивших инъекцию исследуемых препаратов. Такой способ оценки содержания гормона носит название биологического тестирования, а используемые животные — тест-обьектов.

Наиболее удачным тест-объектом для оценки гонадотропной активности гипофиза рыб нужно считать обыкновенного вьюна (Misgurnus fossilis Linnaeus). В качестве положительной реакции используется созревание икры у самок вьюна, что делает этот тест наиболее близким к задачам рыбоводства. Вьюн соответствует всем основным требованиям, прежде всего — даёт чёткую и постоянную реакцию, что позволило провести количественные измерения и дать определение единицы активности рыбьего гипофиза — вьюновой единицы (BE). BE — это такое количество гонадотропного гормона, которое необходимо для того, чтобы вызвать через 30-50 ч после инъекции созревание икры и овуляцию у зимних самок вьюна с гонадами в IV-й СЗ, массой 35-45 г при температуре воды 16°С в лабораторных условиях.

Для определения активности исследуемого препарата гипофиза во вьюновых единицах несколько групп самок вьюна получают одновременно гипофизарные инъекции с различной дозировкой. Минимальная дозировка, давшая созревание, будет соответствовать BE. Такая методика позволяет оценивать и сравнивать содержание гонадотропного гормона в различных гипофизах.

Вторым тест-объектом, пригодным для оценки качества гипофизов рыб, являются различные виды лягушек (Rana temporaria, R.esculentci, R.ridibunda).

Резервирование лягушек и подготовка их для работ по тестированию. Количество лягушек, необходимое для выполнения работпо тестированию препарата ацетонированиых гипофизов, рассчитывают исходя из следующих моментов:

• из количества партий гипофизов, подлежащих тестированию:

• из количества вариантов тестирования препарата необходимо испытать три дозы

препарата: 0,2; 0,3 и 0,4 мг;

• из количества лягушек в каждом варианте не менее пяти лягушек,

• из числа повторностей тестирования каждой партии гипофизов.

При получении чётких результатов тестирования достаточно двукратного тестирования каждой партии гипофизов, при получении сильно варьирующих данных необходимо трёхкратное тестирование, при этом окончательным результатом считают средние данные.

Таким образом, перемножив цифровые данные перечисленных выше параметров, получают количество лягушек, необходимое для выполнения работ по тестированию в текущем сезоне.

Например: имеется 10 партий гипофизов, необходимо испытать на гонадотропную активность три дозы препарата гипофизов, каждую дозу инъецируют пяти лягушкам, каждую партию гипофизов тестируют по 3 раза: (10×3×5×3) = 450.

Для проведения работы по тестированию, без учёта отхода лягушек за период зимовки, необходимо иметь 450 самцов лягушек.

Заготовку самцов лягушек следует производить поздней осенью в местах концентрации их на зимовку. Следует отбирать лягушек средних размеров, не допускать травмирования животных при заготовке и транспортировке к месту зимнего резервирования.

Резервирование лягушек в зимний период (3,5–4 мес.) осуществлять в слабопроточных бассейнах (лучше всего в бассейнах на РЗ), либо в ваннах с ежедневной сменой воды при температурах (+1°)–(+5°С) и слабой освещённости. В каждой ёмкости лягушки должны занимать не более половины площади дна при уровне воды 20-30 см.

Подготовку тест-объектов для работы (перевод из зимнего состояния) осуществлять путём постепенного повышения температуры воздуха в помещении, где установлены ёмкости с лягушками, до комнатной в течение 4-5 суток. Лягушек в этот период содержат при естественном свете и уровне воды в ёмкости 5-10 см.

В период выведения тест-объектов из зимнего состояния максимальная плотность их посадки в ёмкости характеризуется распределением лягушек на дне в один слой при уровне воды в ёмкости 5-10 см.

В этот период необходима ежедневная двукратная смена воды в ёмкости с лягушками. Водопроводная хлорированная вода должна быть предварительно отстоянной в течение не менее 24 ч.

Биотехника тестирования препарата гипофиза рыб. Тестирование различных партий препаратов ацетонированных гипофизов рыб необходимо осуществлять ежегодно строго в одни и те же календарные сроки. Чувствительность тест-объектов к содержавшимся в препаратах гонадотропинам повышается по мере приближения сроков естественного размножения тест животных. Поэтому тестирование препаратов гипофиза в более поздние сроки, чем рекомендуемые, приведёт к получению существенно завышенных показателей их биологической активности, при тестировании в более ранние сроки — к заниженным показателям. Лучшее время март.

Тестирование препаратов гипофиза рыб необходимо производить в первой половине дня при температурах воздуха в помещении 18-22°С и осуществлять следующим образом:

• из партии ацетонированных гипофизов, подлежащей тестированию, отобрать 8-10

гипофизов, отличающихся цветом и величиной;

• взвеешь отобранные гипофизы на аналитических весах с точностью до 0,1 мг;

• тщательно растереть взвешенный препарат в фарфоровой ступке, постепенно

увлажняя перетираемую массу до получения гомогенной сметаноподобной

консистенции;

• рассчитать наиболее удобное для работы разведение растёртой дозы препарата физиологическим раствором. Например: имеем навеску десяти гипофизов в 175 мг. Составляем простую пропорцию и рассчитываем, какое количество физиологического раствора необходимо для того, чтобы в каждом миллилитре (1 мл) приготовленной суспензии содержалось 10 мг сухого препарата:

10 мг — 1 мл;

175 мг — х мл; х = 17,5 мл;

• довести объём суспензии растворённого препарата гипофизов до 17,5 мл и дать ей

настояться (при периодическом взбалтывании) в течение 11,5 ч при комнатной

температуре. После этого объём суспензии ещё раз измерить (в случае необходимости

добавить чистый физиологический раствор) и обозначить её условно - суспензия 1;

• суспензию 1 тщательно перемешать путём быстрого и многократного набора её в

шприц и выливания обратно в бюкс, взять шприцем ёмкостью 1 мл точно 1 мл

суспензии, вылить в сухой чистый бюкс, добавить 9 мл физиологического раствора и

хорошо перемешать. Полученную суспензию обозначить — суспензия 2. Каждый мл

суспензии 2 будет содержать 1 мг сухого препарата гипофизов;

• для инъецирования. Например 5 самцов лягушки дозой по 0,3 мг препарата

отмерить 5×0,3 = 15 мл суспензии 2 (предварительно хорошо её перемешать) и

добавить 3,5 мл физиологическою раствора. В результате получим суспензию 3,

каждый миллилитр которой будет содержать 0,3 мг сухого препарата гипофизов.

Суспензия 3 является «рабочей» суспензией. Каждому из 5 самцов лягушки вводят по 1

мл суспензии 3. Аналогичным образом из суспензии 1 приготавливают «рабочую»

суспензию для инъецирования лягушек дозами 0,2 и 0,3 мг препарата гипофиза;

• инъецируют лягушек в спинной лимфатический мешок и отсаживают в аквариум без

воды;

• реакцию спермиации проверяют через 30-40 мин после инъецирования, причём в

первую очередь проверяют лягушек, проинъецированных максимальными дозами;

• реакция спермации считается положительной, если в жидкости, взятой пипеткой из

клоаки лягушки, содержатся подвижные сперматозоиды (от десятка до многих тысяч в

поле зрения микроскопа). Наличие сперматозоидов определяют путём анализа пробы,

помещённой на предметное стекло, под малым увеличением микроскопа.

Показателем биологической активности испытуемого препарата является минимальная весовая его доза (например, 0,2, 0,3 и 0,4 мг), которая вызывает реакцию спермации у 80 или 100% проиньецированных тест-животных. Величину биологической активности препаратов гипофиза рассчитывают путём деления единицы (1 мг) на весовой показатель минимальной эффективной дозы, вызывающей созревание 80-100% тест-объектов.

Например: 1 (мг) : 0,2 (мг) = 5 (ЛЕ) или 1 (мг) : 0,3 (мг) = 3,3 (ЛЕ).

Полученная величина (частное) является показателем биологической активности испытуемого препарата и показывает, у какого количества тест-объектов можно вызвать специфическую реакцию 1 мг препарата. Чем больше лягушачьих единиц (ЛЕ) в 1 мг препарата, тем активнее гипофизарный препарат, тем меньше его весовое количество потребуется для созревания рыб-производителей в результате гипофизарной инъекции. Тестирование каждой партии гипофизов необходимо повторять не менее двух раз. При существенном расхождении результатов первого и второго тестирования (которое может быть в результате несоблюдения вышеуказанных рекомендаций), тестирование повторяют трижды, причём для каждого повторного тестирования берут новые навески препарата.

При тестировании гипофизов карповых, осетровых и судака в качестве тест-объекта можно использовать самок ерша и окуня (вьюн и лягушка не подходят для тестирования гипофиза судака, поскольку введение этим объектам гипофиза судака не вызывает положительной реакции).

В последние годы некоторые исследователи в России и в других странах успешно оценивают гонадотропную активность гипофизов рыб по созреванию и овуляции ооцитов амфибий и рыб in vitro. Этот метод обладает рядом преимуществ по сравнению с классическими методами тестирования. Он отличается большей чувствительностью и даёт более достоверные результаты, так как позволяет сравнивать действие на яйцеклетки одного и того же реципиента разных доз гипофиза, взятою от одного донора, или равных доз, полученных от разных рыб-доноров.

Представляет интерес метод Б.Ф. Гончарова, который заключается в следующем проба икры, взятой у самок с помощью щупа, выдерживается в смеси раствора Рингера для холоднокровных животных (NaCl — 6,5 г, КСl — 250 мг, СаСl2 — 300 мг и NaHCO3 — 2 г на 1 л дистиллированной воды) с 0,1 %-ным раствором кристаллического альбумина. При добавлении определённого количества гипофиза у икринок растворяется ядро. Наименьшее количество гипофиза, вызвавшее растворение ядра, является показателем активности гипофиза.

 

cyberpedia.su


Смотрите также

 

..:::Новинки:::..

Windows Commander 5.11 Свежая версия.

Новая версия
IrfanView 3.75 (рус)

Обновление текстового редактора TextEd, уже 1.75a

System mechanic 3.7f
Новая версия

Обновление плагинов для WC, смотрим :-)

Весь Winamp
Посетите новый сайт.

WinRaR 3.00
Релиз уже здесь

PowerDesk 4.0 free
Просто - напросто сильный upgrade проводника.

..:::Счетчики:::..